Prof. Dr. Charlotte Föster

Circadiane Rhythmik von Drosophila

Biologische Uhren kontrollieren eine Vielzahl tagesrhythmischer Prozesse, wie z.B. Schlaf/Wach-Rhythmen bei Säugern und Lokomotionsaktivität bei Insekten. Insekten – insbesondere die Taufliege Drosophila melanogaster - werden erfolgreich als Modellsysteme zur Erforschung der Funktionsweise innerer Uhren auf molekularer Ebene benutzt. Uns interessiert die Funktion der inneren Uhr auf neuronaler Ebene sowie die Synchronisation der inneren Uhr auf den externen Licht-Dunkel Wechsel.

Organisation der inneren Uhr auf neuronaler Ebene

Die circadiane Aktivitätsrhythmik wird von im Gehirn liegenden Zentren (circadianen Schrittmachern) gesteuert .Diese circadianen Schrittmacher beinhalten je nach Spezies 100 bis 50 000 Neuronen. In diesen Neuronen werden die für die circadiane Rhythmik wichtigen Uhrgene (period, timeless, clock, cycle, etc) exprimiert. Diese Uhrgene und die von ihnen codierten Proteine wirken in einer komplexen negativen Rückkopplungsschleife zusammen und generieren zelluläre molekulare Rhythmen (Stanewsky, 2003).

Beim Säuger führt dies schließlich zu einer circadianen neuronalen Aktivität, die sowohl in einzelnen Neuronen (Welsh et al., 1995), als auch im gesamten Schrittmacherzentrum (Inouye und Kawamura, 1979; Schwartz et al., 1983) messbar ist. Die einzelnen Schrittmacher-Neurone unterscheiden sich in Projektionsmuster, Neurotransmitter-Zusammensetzung und elektrischen Eigenschaften (Inouye und Shibata, 1994; .

Viele Neuronen sind intrinsisch und ihre Hauptaufgabe könnte in der Kommunikation zwischen einzelnen Schrittmacherneuronen liegen, sowohl innerhalb eines Schrittmacherzentrums als auch zwischen den Schrittmacherzentren beider Gehirnhemisphären. Andere Neurone projizieren in benachbarte oder weiter entfernte Hirnregionen und sind geeignet die circadianen Signale dorthin zu übertragen. Wieder andere scheinen in erster Linie Lichtsignale aus der Umgebung zu empfangen und weiter zu verarbeiten. Die genaue Rolle einzelner Schrittmacher-Neurone sowie ihr Zusammenspiel in der Erzeugung von Verhaltensrhythmen ist noch Gegenstand intensiver Forschung.

Uns interessiert die Rolle einzelner Neuronengruppen im circadianen System der Taufliege Drosophila melanogaster. Das circadiane Schrittmacherzentrum der Taufliege ist für diese Forschung besonders geeignet, da es nur wenige Neuronen umfaßt (ca. 100 pro Hemisphäre). Diese sind schon teilweise charakterisiert und können relativ leicht genetisch manipuliert werden. Am besten untersucht sind Neurone, die das Neuropeptid „pigment-dispersing factor“ (PDF) enthalten. PDF ist ein Homolog des aus Krabben stammenden „pigment-dispersing hormone“ (PDH).

Ein Antikörper gegen Krabben-PDH (Dircksen et al., 1987) markiert bei allen bisher untersuchten Insekten eine kleine Gruppe von Neuronen, die das Schrittmacherzentrum innervieren sowie weitreichende Verzweigungen im Zentralgehirn und in den optischen Loben aufweisen (Helfrich-Förster et al., 1998; Sehadová et al., 2003).

Bei D. melanogaster gibt es 4 PDF-Neuronen mit kleinen Somata die ins dorsale Protocerebrum (Zentralgehirn) projizieren und 4-6 PDF-Neurone mit großen Somata, die zur jeweils contralateralen akzessorischen Medulla ziehen sowie in den optischen Lobus projizieren (Helfrich-Förster, 1997)

Das Projektionsmuster der PDF-Neuronen spricht dafür, dass sie sowohl in der Kopplung zwischen den Schrittmacherneuronen beider Hemisphären als auch im Ausgangsweg der circadianen Signale zu anderen Hirnregionen involviert sind. Auch das Neuropeptid PDF scheint beide Funktionen inne zu haben: PDF agiert als Kommunikationssignal zwischen den Schrittmacherneuronen (Stengl und Stengl, 1997; Peng et al., 2003; Lin et al., 2004) und als Ausgangstransmitter derselben (Renn et al., 1999; Helfrich-Förster et al., 1999).
Außer den PDF-Neuronen, die auch als ventrale Laterale Neuronen (s-LN_v und l-LN_v) bezeichnet werden sind noch die sogenannten dorsalen Lateralen Neuronen und die Dorsalen Neuronen an der Rhythmusgeneration beteiligt.

Alle Neuronen scheinen miteinander zu kommunizieren. Durch gezielte genetische Manipulation (Expression von Zelltodgenen, Blockade der synaptischen Transmission oder Endo- bzw. Exozytose) der verschiedenen Neuronengruppen möchten wir die Funktion der verschiedenen Schrittmacher-Neuronen Gruppen in der Erzeugung von rhythmischem Verhalten aufklären.

Synchronisation der inneren Uhr durch Licht-Dunkel Zyklen

Eine grundlegende Eigenschaft von circadianen Rhythmen ist ihre Fähigkeit, sich an die natürlichen tagesperiodischen Veränderungen anpassen zu können. Dabei wirkt der Licht-Dunkel-Wechsel als wichtigster Zeitgeber für die Synchronisation der endogenen Rhythmen an die Umwelt. Die Perzeption des Lichtes kann über retinale oder extraretinale Photorezeption erfolgen. Interessanterweise setzen alle bisher untersuchten Tiere mehrere Photorezeptoren zur Synchronisation ihrer inneren Uhr ein. Die Taufliege Drosophila melanogaster benutzt folgende verschiedene retinale und extraretinale Photorezeptoren: Die Komplexaugen, das Hofbauer-Buchner Äuglein, die Ocellen und das Blaulichtphotopigment Cryptochrom in den circadianen Schrittmacherneuronen selbst (Helfrich-Förster et al., 2001; 2002; Rieger et al., 2003)

Außerdem scheint eine Untergruppe der Schrittmacherneuronen zusätzlich zu Cryptochrom noch ein weiteres unbekanntes Photopigment zu verwenden (Veleri et al., 2003). Die Rolle dieser verschiedenen Photorezeptoren für die Synchronisation der Aktivitätsrhythmik soll aufgeklärt werden. Dabei liegt der Schwerpunkt zunächst auf der Rolle der Komplexaugen und des Hofbauer-Buchner Äugleins

Es soll überprüft werden, ob beide Strukturen in direktem synaptischen Kontakt mit den circadianen Schrittmacherneuronen stehen. Dann soll ihr Beitrag zur Synchronisation der Aktivitätsrhythmik mit Hilfe von Mutanten, denen einzelne Photorezeptoren fehlen, untersucht werden. Wir versprechen uns von den Versuchen ein besseres Verständnis der Synchronisationsmechanismen innerer Uhren generell.

Diese Untersuchungen sind eingebettet ins Graduiertenkolleg „Sensorische Photorezeptoren in natürlichen und künstlichen Systemen“

Innerhalb der Universität Regensburg besteht enge Zusammenarbeit mit:

Alois Hofbauer
Stephan Schneuwly
Ralf Stanewsky

Literatur:

Dircksen H, Zahnow CA, Gaus G, Keller R, Rao KR, Riehm JP (1987) The ultrastructure of nerve endings containing pigment-dispersing hormone (PDH) in crustacean sinus glands: identification by an antiserum against synthetic PDH. Cell Tissue Res 250: 377-387.

Inouye S, Kawamura H (1979) Persistence of circadian rhythmicity in a mammalian hypothalamic island containing the suprachiasmatic nucleus. Proc Natl Acad Sci USA 76, 5962-5966.

Helfrich-Förster: siehe Publikationsliste

Inouye S, Shibata S (1994) Neurochemical organization of circadian rhythm in the suprachiasmatic nucleus. Neurosci Res 20, 109-130.

Lin Y, Stormo GD, Taghert PH (2004) The neuropeptide pigment-dispersing factor coordinates pacemaker interactions in the Drosophila circadian system. J Neurosci 24: 7951-7957.

Peng Y, Stoleru D, Levine JD, Hall JC, Rosbash M (2003) Drosophila freerunning rhythms require intercellular communication. PLoS Biol 1: E13.

Petri B, Stengl M (1997) Pigment-dispersing hormone shifts the phase of the circadian pacemaker of the cockroach Leucophaea maderae. J Neurosci 17: 4087-4095.

Renn SCP, Park JH, Rosbash M, Hal, JC, Taghert PH (1999) A pdf neuropeptide gene mutation and ablation of PDF neurons each cause severe abnormalities of behavioral circadian rhythms in Drosophila. Cell 99: 791-802.

Rieger D, Stanewsky R, Helfrich-Förster C (2003) Cryptochrome, compound eyes, Hofbauer-Buchner eyelets, and ocelli play different roles in the entrainment and masking pathway of the locomotor activity rhythm in the fruit fly Drosophila melanogaster. J Biol Rhythms 18: 377-391.

Schwartz WJ, Reppert SM, Eagan SM, Moore-Ede MC (1983) In vivo metabolic activity of the suprachiasmatic nuclei: a comparative study. Brain Res 274: 184-187.

Sehadovà H, Sauman I, Sehnal F (2003) Immunocytochemical distribution of pigment-dispersing hormone in the cephalic ganglia of polyneopteran insects. Cell Tiss Res 312: 113-125.

Stanewsky, R. (2003). Genetic Analysis of the Circadian System in Drosophila melanogaster and mammals. J Neurobiol 54: 111-147.

Veleri S, Brandes C, Helfrich-Förster C, Hall JC, Stanewsky R. (2003). A self-sustaining, light-entrainable circadian oscillator in the Drosophila brain. Curr Biol 13: 1758-1767.

Welsh DK, Logothetis DE, Meister M, Reppert SM (1995) Individual neurons dissociated from rat suprachiasmatic nucleus express independently phased circadian rhythms. Neuron 14: 697–706