Prof. Dr. Reinhard Rachel
Universität Regensburg
Zentrum für Elektronenmikroskopie der Fakultät für Biologie und Vorklinische Medizin
Universitätsstraße 31
D - 93053 Regensburg

Tel: +49-(0)941-943-2837 oder -1720
Fax: +49-(0)941-943-2868
Reinhard.Rachel@ur.de
Raum: VKL 3.1.29

Mitgliedschaften:

VAAM - Vereinigung für Allgemeine und Angewandte Mikrobiologie
ISE - International Society of Extremophiles
Deutsche Gesellschaft für Elektronenmikroskopie (Vorstandsmitglied)
European Society for Microscopy


Arbeitsgebiete, Projekte:

Zell- Zell- Interaktionen bei Archaeen: Ignicoccus und Nanoarchaeum

Schwerpunkt unserer Untersuchungen sind die beiden hyperthermophilen Archaeen Ignicoccus hospitals und Nanoarchaeum equitans. Ignicoccus wächst autotroph und gewinnt seine Energie aus der Bildung von H2S aus Schwefel und molekularem Wasserstoff. N.equitans, das kleinste heute bekannte Lebewesen, wächst ausschliesslich in Gegenwart von und in direktem Kontakt mit Ignicoccus hospitalis. Die Analyse des N.equitans-Genoms deutet auf erhebliche Defizite in wichtigen Biosynthese-Wegen hin (Lipide, Cofaktoren, Nukleotide, Aminosäuren).

Unser spezielles Interesse gilt daher der Kontaktstelle zwischen beiden Mikroorganismen: (A) Wie ist ihre Feinstruktur? Gefrierätzung (1), Ultradünnschnitt (2); Tomographie (in Arbeit);
(B) Welche Oberflächenmoleküle sind beteiligt? Nanoarchaeum: S-Layer mit 6-zähliger Symmetrie; Ignicoccus: eine äussere Membran.
(C) Welche Metabolite werden über welche Membrantransporter ausgetauscht? (in Arbeit)
Nanoarchaeum equitans - Icnicoccus hospitalis
Ignicoccus hospitalis und Nanoarchaeum equitans,
Platin bedampft. Balken: 1 µm

Wir konnten mit unseren bisherigen Arbeiten zeigen, dass alle Zellen der Gattung Ignicoccus kokkoid sind und eine ungewöhnliche, für Archaeen einzigartige Ultrastruktur aufweisen (Rachel et al 2002; Näther und Rachel 2004; Paper et al. 2007). Das dicht gepackte Cytoplasma wird durch die Cytoplasma-Membran begrenzt. Diese zeigt deutliche Zeichen eine hohen dynamischen Aktivität: Vesikel werden in das Cytoplasma aufgenommen, und dazu schnüren sich zahlreiche runde oder längliche Vesikel ab und werden in das Periplasma abgegeben. Das Periplasma selbst weist eine variable Dicke auf (20 bis 400 nm) und ist - verglichen mit anderen Archaeen - ungewöhnlich groß: sein Volumen ist größer als das des Cytoplasma. Außen wird die Zelle von einer äußeren Membran umgeben, die erste und bis heute einzige, die für Archaeen-Zellen beschrieben wurde. Sie ist aus Lipiden und zwei Poren-bildenden Protein-Komplexen aufgebaut. Einen davon konnten wir kürzlich genauer charakterisieren. Das Ignicoccus-Protein Imp1227 ist das dominierende Protein der äußeren Membran. Das Protein ist nur 6.2 kDa groß und bildet ungewöhnlich stabile Oligomere aus, die selbst bei hohen Temperaturen (100°C) in Gegenwart von 2% SDS nicht dissozieren. Diese Komplexe liegen in der Membran dicht gepackt vor, sind etwa 7 nm im Durchmesser und bilden Poren aus, die einen Durchmesser von 2 nm aufweisen (Burghardt et al. 2007).

Zurzeit werden Versuche durchgeführt, das Protein Imp1227 zu reinigen und zu kristallisieren, um seine räumliche Struktur aufklären zu können (in Zusammenarbeit mit dem Biozentrum Basel). Weitere Untersuchungen sollen zeigen, welche Rolle dieses Protein sowie die extrazellulären 'Anhängsel' (siehe Projekt 2) bei der Interaktion mit Nanoarchaeum equitans, einem einzigartigen archaeellen 'Symbionten', haben.

Gefördert durch die DFG (SPP 1112)

Beteiligt: Tillmann Burghardt, Carolin Meyer, Dr. Harald Huber, Reinhard Rachel

Literatur:

  • H. Huber, S. Burggraf, T. Mayer, I. Wyschkony, R. Rachel, and K.O. Stetter (2000). Ignicoccus gen. nov., a novel genus of hyperthermophilic, chemolithoautotrophic archaea, represented by two new species, Ignicoccus islandicus sp.nov. and Ignicoccus pacificus sp. nov. Int. J. Syst. Evol. Microbiol. 50: 2093-2100
  • R. Rachel, I. Wyschkony, S. Riehl, and H. Huber (2002). The ultrastructure of Ignicoccus: Evidence for a novel outer membrane and for intracellular vesicle budding in an archaeon. Archaea 1: 9-18.
  • H. Huber, M.J. Hohn, R. Rachel, T. Fuchs, V.C. Wimmer, and K.O. Stetter (2002). A new phylum of Archaea represented by a nanosized hyperthermophilic symbiont. Nature 417: 63-67
  • D.J. Näther and R. Rachel (2004). The outer membrane of the hyperthermophilic archaeon Ignicoccus: dynamics, ultrastructure and composition. Biochem. Soc. Transact. 32: 199-203
  • T. Burghardt, D.J. Näther, B. Junglas, H. Huber and R. Rachel (2007). The dominating outer membrane protein of the hyperthermopilic Archaeum Ignicoccus hospitalis: a novel pore-forming complex. Mol. Microbiol. 63: 166-176
  • W. Paper, U. Jahn, M.J. Hohn, M. Brandl, D.J. Näther, T. Burghardt, R. Rachel, K.O. Stetter and H. Huber (2007). Ignicoccus hospitalis sp. nov., the host of Nanoarchaeum equitans. Int J Syst Evol Microbiol 57: 803-808

     


Zell-Anhänge bei Spezies der Gattung Ignicoccus

Ignicoccus-Zellen weisen bis zu 10 Zellanhänge auf, die jedoch – entgegen der ursprünglichen Annahme – nicht der Fortbewegung dienen. Zumindest wurde in keiner der bisher durchgeführten Untersuchen ein Hinweis erhalten, dass die Zellen sich aktiv fortbewegen können. Daniel Müller und kürzlich Carolin Meyer konnten in ihren Diplomarbeiten zeigen, dass die Zellen sich mit Hilfe ihren extrazellulären 'Anhängseln' an verschiedene Oberflächen festheften können, so an Kohlefilme und Glimmer, aber auch an Glas, Emaille und diverse künstliche Polymere. Für die 'Anhängsel' konnte ein Reinigungsverfahren etabliert werden, das zur Identifizierung und Charakterisierung des Hauptproteins in I. hospitalis und in I. pacificus führte. Eine erste Rekonstruktion des Filaments von I. hospitalis zeigte einen 3strängigen helikalen Aufbau. Das Hauptprotein der Zellanhänge von I. pacificus ist zwar ähnlich, aber nicht identisch mit dem von I.hospitalis. Bei I pacificus sind noch zwei weitere, strukturell deutlich unterscheidbare, extrazelluläre Anhängsel exprimiert, mit bisher ungeklärter Funktion.
I. hospitalis
Transmissions-Elektronenmikroskopische Aufnahme von I.hospitalis mit 'Anhängseln', nach Platin-Bedampfung. Balken: 1 µm

Gefördert durch die DFG

Beteiligt: Carolin Meyer, Nadine Wasserburger, Prof. Dr. Reinhard Wirth, Reinhard Rachel


Abbau von Pyrit durch acidophile Archaeen: Zell-Oberflächen-Interaktion

In diesem Projekt werden die Faktoren untersucht, die dem Ätzen von Pyrit durch vier exemplarisch gewählte, thermoacidophile Mikroorganismen zugrunde liegen: die Inkubationszeit; welche Kristallfläche von den Mikroben angegriffen und besiedelt wird; welche Strukturen an der Interaktion beteiligt sind. Die Beobachtung erfolgt durch Fluoreszenz-Lichtmikroskopie sowie Raster- und Transmissions-Elektronenmikroskopie.

Gefördert durch die DFG

Beteiligt: Andreas Klingl, Cordula Neuner, Dr. H. Huber, Prof. Dr. M. Thomm, Reinhard Rachel; in Zusammenarbeit mit Prof. Dr. G. Schmalz, Zahnklinik der UR, sowie Prof. Dr. W. Depmeier und Katja Etzel, Kiel


Ultrastruktur der Nieren genetisch veränderter Mäuse

Ein neues Themengebiet erschließt sich seit Januar 2006 durch die Einbindung des Zentrums für EM in den neu geschaffenen Sonderforschungsbereich 699 "Niere":
Im Rahmen des Teilprojekts Z2 werden Untersuchungen zur Feinstruktur von Nierengewebe von genetisch veränderten Mäusen (knock-outs) durchgeführt, sowohl an der Podozyten-Membran als auch an Nieren-Tubuli. Dabei kommen modernste Präparations-verfahren zum Einsatz, wie Hochdruck-Gefrieren und Gefrier-substitution. Moleküle, die physiologisch und pathologisch von speziellem Interesse sind (u.a. Polyzystin, Noelin, Cl--Transporter) sollen mit Hilfe von spezifischen Antikörpern an Ultradünnschnitten lokalisert werden.

Gefördert durch die DFG (SFB 699, Projekt Z2)

Beteiligt: Prof. Dr. R. Witzgall, Prof. Dr. E. Tamm, Prof. Dr. A. Kurtz, Prof. Dr. R. Warth

Niere, Podozylenmembran, Ultradünnschicht
Niere, distaler Tubulus, Ultradünnschnitt

Geräte und Methoden:

(( Das Zentrum ist aus der Arbeitsgruppe "Elektronenmikroskopie" am Lehrstuhl Mikrobiologie unter seinem ehemaligen Leiter Prof. Dr. Karl O. Stetter hervorgegangen. ))

Das Hauptgerät der instrumentellen Ausstattung ist ein Transmissions-Elektronen-Mikroskop (TEM) Philips CM12 der Fa. FEI Electron Optics, Eindhoven, Niederlande (früher: Philips Electron Optics). Seine Merkmale und Ausstattung:


maximale Beschleunigungsspannung: 120 keV, LaB6-Kathode; euzentrische Präparat-Kippung für Stereo-Bilder und Kippserien (Kristallographie; Tomograpie), Objektraum-Kühlung, Philips-'Kryo-Blades', Kryo-Halter (T=-170°C; Modell 626 der Fa. Gatan, München), und Hochkipp-Kalter (-80 bis +80 Grad; Eigenbau der mechan. Werkstatt des MPI für Biochemie, Abt. molekulare Strukturbiologie, Martinsried);

eine Video-CCD-Kamera (Modell 673 der Fa. Gatan, München) zur schnellen Durchsicht und Beurteilung der Präparate bei niedriger Vergrößerung und Grobfokussierung der Objektivlinse;

eine Slow-scan-CCD-Kamera (Modell TEM1000 der Fa. TVIPS Tietz GmbH, Gauting) zur digitalen Bilderfassung mit niedrigster Dosis mit angeschlossenem Steuerrechner; die Kamera dient zum Aufnehmen hochauflösender Bilder (1024 x 1024 Bildpunkte); auf dem Steuerrechner ist ein umfangreiches Software-Paket vorhanden, u.a. mit Fourierspectrum und Autofocus, zum Erstellen größerer Bilder durch Montagen, zum Ausmessen von Präparat-Details, zur sofortigen Dokumentation (Laserdrucker), sowie zur Steuerung vieler Mikroskop-Funktionen einschließlich Justierung.

Transmissions-Elektronen-Mikroskop
Slowscan-SSD-Kamera

Die Ausstattung des Labors umfasst darüber hinaus:

eine Hochdruck-Gefrier-Anlage EM-PACT2 (Leica)

zwei Gefriersubstitutions-Anlagen einschließlich UV-Polymerisation der Harze (1. AFS2, Leica; 2. Eigenbau der Werkstatt Biologie, nach Eigenbau der Werkstatt Biologie nach Plänen der ETH Zürich (M.Müller, R.Herrmann).

eine Hochvakuumanlage zur Gefrierbrechen, Gefrierätzen und Schwermetall-Bedampfen (CFE 50 der Fa. Cressington Ltd, Watford, England), mit drei Elektronenstrahl-Verdampfern: Platin/Kohle 15 Grad; Platin/Kohle 45 Grad, Kohle 90 Grad, Präparatkühlung, freie Wahl der Präparat-Temperatur zwischen -180° und +25°C; der Präparattisch ist sowohl kühlbar als auch kontinuierlich um 360 Grad drehbar (Rotationsbedampfung);

eine Anlage zur Herstellung dünner Kohlefilme, die dann auf die Kupfer-Netzchen aufgebracht werden und den eigentlichen Objektträger für die Präparate darstellen (Fa. Edwards, Typ 306);

Geräte zur Einbetten in Kunstharze (Epon, LR White/Gold; Lowicryl)

zwei Ultramikrotome (Leica) die Erstellung von Ultradünnschnitten (Dicke: ca. 50 – 100 nm) von in Kunstharz eingebetteten Proben;

Einige der Methoden, die regelmäßig verwendet werden:

- Gefrierätzung
- Schwermetall-Bedampfung
- Negativ-kontrastierung (Viren, Proteine ...)
- Ultradünn-Schnitte
- Immunmarkierung an Ultradünn-schnitten oder Replikas
- digitale Bildverarbeitung, inkl. Kristallographie und Tomographie

Cressington Hochvakuumanlage

Darüber hinaus sind vorhanden:

eine Dunkelkammer zum Entwickeln von Großformat-Negativen (8.3 x 10.2 cm; TEM)


Zusammenarbeiten:

Labor von Dr. Harald Huber (Ultrastruktur und Zell-Zell-Interaktion hyperthermophiler Archaeen);
Labor von Prof. Dr. Reinhard Wirth (Adhäsion von Mikroorganismen an Oberflächen);
Institut für Anatomie, Prof. Dr. R. Witzgall, Prof. Dr. E. Tamm (Ultrastruktur von Nieren von knock-out Mäusen);
Institut für Biochemie, Prof. Dr. H. Tschochner (DNA-Protein Komplexe);
Institut für Zoologie, Prof. Dr. Schneuwly (Ultrastruktur von Drosophila-Gehirnen).


Mitarbeiter:

2010

Prof. Dr. Reinhard Rachel

(Telefon +49-941-943-1720, 2837)
(Telefax +49-941-943-2403)

Raum Vkl 3.1.29

Dipl. Biol. Thomas Heimerl
Dipl. Biol. Jennifer Flechsler
Dipl. Bio. Benjamin Salecker

(Telefon +49-941-943-2861, 1666, 2877)

Lehrveranstaltungen:

Schwerpunktpraktikum Organism. Mikrobiologie im Sommersemester
Elektronenmikroskopische Methoden in der Mikrobiologie (5st. Schwerpunktpraktikum als 14-tägiges Blockpraktikum; im März , nach Vereinbarung
Literaturseminar "Membranproteine" (1st.)

 

Publikationen

 

Thomas Heimerl Reinhard Rachel Caro Meyer Jenny Flechsler Andreas Klingl Ben Salecker